细胞生物学实验报告（精选3篇）

细胞生物学实验报告（精选3篇）

细胞生物学实验报告 篇1

　　一、实验目的：

　　1、掌握显示细胞中过氧化物酶反应的原理和方法。2.了解细胞凋亡的生物学意义

　　3、掌握凋亡细胞的形态学检测方法

　　二、实验原理：

　　1、细胞内的过氧化物酶能把许多胺类氧化为有色化合物，用联苯胺处理标本，细胞内的过氧化物酶能把联苯胺氧化为蓝色的联苯胺蓝，进而变为棕色产物，因而可以根据颜色反应来判定过氧化物酶的有无或多少。中间产物蓝色联苯胺是不稳定的，无需酶的参加即可氧化为棕色化合物。

　　2、细胞凋亡是指细胞在生理或病理条件下，遵循自身的程序，自己结束其生命的过程。它是一个主动的、高度有序的，基因控制的，一系列酶参与的过程。

　　3、凋亡细胞形态学特征是:体积变小,细胞质浓缩;细胞核发生染色质凝聚和聚集于核膜周围(边缘化);细胞膜有小泡状形成;晚期细胞膜内陷形成大小不同的凋亡小体;根据细胞凋亡形态学特征进行显微观察是检测细胞凋亡的一种直观、可靠的方法。

　　三、实验步骤：

　　细胞中过氧化物酶的显示

　　1、在载片上滴一滴PBS缓冲液；

　　2、取骨髓细胞：用断颈法处死小鼠，立即剪取后肢，去除肌肉，剥出后肢股骨，剪开股骨一端，用牙签尖的一端插入剪开的小孔中，抠取少许骨髓细胞置滴有PBS的载片上；

　　3、涂片：用另一玻片将骨髓细胞沿一个方向涂布推开，室温晾干；

　　4、媒染：在涂片上滴0.5％硫酸铜液，以盖满涂片为宜，处理30秒-1分钟。5、倾去硫酸铜液，直接滴入联苯胺混合液反应6分钟（以盖满涂片为宜）6、清水冲洗，番红复染2min。

　　7、镜检：清水冲洗，室温晾干，先低倍镜下观察，后换高倍镜下观察（油镜100×）

　　细胞凋亡的形态学检测与观察吉姆萨染色:

　　1、取细胞爬片置于小培养皿中(有细胞面朝上)2、生理盐水轻轻漂洗细胞3、95%乙醇固定5min

　　4、PBS缓冲液洗2次

　　5、吉姆萨染色液染色5min6、蒸馏水轻轻洗去染液

　　7、普通光学显微镜下观察。吖啶橙染色:

　　1、取细胞爬片置于小培养皿中(有细胞面朝上)2、生理盐水轻轻漂洗细胞

　　3、甲醇：冰醋酸（3：1）固定5min4、PBS缓冲液洗2次每次1min

　　5、0.01%吖啶橙染色液在避光环境下染色5min6、蒸馏水轻轻洗去染液

　　6、选用蓝光激发滤片在荧光显微镜下观察。

　　四、结果与分析：

　　1、根据随机选择的几个视野的统计，该样品的细胞凋亡率=227/506×100=44.9

　　Hela细胞凋亡过程中核染色质的形态变化（吖啶橙染色）

　　五、思考题：

　　1、细胞凋亡的调控机制

　　细胞凋亡是一个受基因调控、众多细胞膜受体和胞浆蛋白参与的细胞主动自杀过程，其触发因素多种多样，包括细胞内诱导因子和抑制因子对细胞凋亡的调控。

　　2、细胞凋亡的特征

　　凋亡细胞形态学特征是:体积变小,细胞质浓缩;细胞核发生染色质凝聚和聚集于核膜周围(边缘化);细胞膜有小泡状形成;晚期细胞膜内陷形成大小不同的凋亡小体。

　　3、研究细胞凋亡的方法

　　定性的研究方法：常规琼脂糖凝胶电泳、脉冲场倒转琼脂糖凝胶电泳、形态学观察（普通光学显微镜、透射电镜、荧光显微镜）

　　定量或半定量的研究方法：各种流式细胞仪方法、原位末端标记法、ELISA定量琼脂糖凝胶电泳。

细胞生物学实验报告 篇2

　　一、实验目的'：

　　1、通过对原核和真核各种形态细胞的光学显微镜观察，了解细胞的形态及其显微结构；

　　2、学习显微测量的方法，对细胞的大小有一直观认识。

　　二、实验材料和仪器：

　　小白鼠肝细胞切片；鸡血红细胞；蚕豆叶片横切片；

　　普通光学显微镜；目镜测微尺；镜台测微尺；载玻片；盖玻片。

　　三、实验步骤：

　　(一)细胞形态观察

　　l、动物细胞的观察

　　（1）人肝细胞切片：在显微镜下仔细观察肝细胞的形态构造。

　　（2）鸡血细胞涂片的观察：观察血细胞的组成；红细胞、白细胞、血小板的形态特点。

　　2、植物细胞的观察

　　取蚕豆叶片横切片的观察：注意表皮细胞和叶肉细胞的基本结构。

　　（二）细胞的大小和测量

　　1、卸下目镜的上透镜，将目镜测微尺刻度向下装在目镜的焦平面上，再旋上目镜的上透镜。

　　2、将镜台测微尺刻度向上放在镜台上夹好，使测微尺分度位于视野中央。调焦至能看清镜台测微尺的分度。

　　3、小心移动镜台测微尺和转动目镜测微尺(如目镜测微尺分度模糊，可转动目镜上透镜进行调焦)，使两尺左边的一直线重合，然后由左向右找出两尺另一次重合的直线。

　　4、记录两条重合线间目镜测微尺和镜台测微尺的格数。按下式计算目镜测微尺每格等于多少μm：

　　镜台测微尺的格数

　　目镜测微尺每格的微米数=————————— × 10

　　目镜测微尺的格数

　　四、实验结果：

　　1、目镜校正：40倍显微镜目镜测微尺每格的微米数=17/70=0.24

　　2、细胞大小的测量：

　　五、作业与思考：

　　1、血细胞按含量高低，主要含有：红细胞，白细胞，血小板。

　　白细胞最大，红细胞次之，血小板最小。红细胞：主要的功能是运送氧。 白细胞：主要扮演了免疫的角色，当病菌侵入人体时，白细胞能穿过毛细血管壁，集中到病菌入侵部位，将病菌包围，吞噬。血小板：止血过程中起着重要作用。细胞形态见下图。

　　2、植物细胞一般比动物细胞大一些。形态图见下。

　　3、在不同放大倍数下，测定的细胞大小基本一致，但有一些偏差。放大倍数越大，在视野中同等实际距离下的两点视野距离更大，而更容易测量准确。

细胞生物学实验报告 篇3

　　实验目的

　　⒈学习并掌握动物细胞培养的无菌操作技术。

　　⒉了解原代细胞培养的基本方法及操作过程。

　　⒊学习细胞计数及营养液的配制。

　　实验原理

　　⒈细胞原代培养

　　原代细胞培养是指直接从动物体内获取的细胞、组织和器官，经体外培养后，直到第一次传代为止。这种培养，首先用无菌操作的方法，从动物体内取出所需的组织（或器官），经消化，分解成单个游离细胞，在人工培养下，使其不断的生长及繁殖。

　　细胞培养是一种操作繁琐而又要求十分严谨的实验技术。要使细胞能在体外长期生长，必须满足两个基本要求：一是供给细胞存活所必须的条件，如适量的水、无机盐、氨基酸、维生素、葡萄糖及其有关的生长因子、氧气、适宜的温度，注意外环境酸碱度与渗透压的调节。二是严格控制无菌条件。

　　⒉细胞死活鉴定死活细胞的鉴定方法有很多种，常用的.有染色法和仪器分析法。染色法是常用的细胞死活鉴定方法，简便，易于操作。不同的死活细胞鉴定方法有各自不同具体的反应机理，但无论采用何种办法，都是利用了死活细胞在生理机能和性质上的差异。

　　染色法分化学染色法和荧光染色法，根据染色机理的不同，染料或使死细胞着色，或使活细胞着色。

　　死活细胞在生理机能和性质上的差异主要包括：

　　☆死活细胞细胞膜通透性的差异：活细胞的细胞膜是一种选择性膜，对细胞起保护和屏障作用，只允许物质选择性的通过；而细胞死亡之后，细胞膜受损，通透性增加。常用的以台盼蓝鉴别细胞死活的方法就是利用了这一性质。台盼蓝，又称锥蓝，是一种阴离子型染料，不能透过完整的细胞膜。所以经台盼蓝染色后只能使死细胞着色，而活细胞不被着色。甲基蓝有类似的染色机理。植物细胞的质壁分离也可鉴定死活。

　　☆死活细胞在代谢上的差异：是采用美蓝染料鉴定酵母细胞死活的依据。美蓝是一种无毒染料，氧化型为蓝色，还原型为无色。由于活细胞中新陈代谢的作用，使细胞内具有较强的还原能力，能使美蓝从蓝色的氧化性变为无色的还原型，因此美蓝染色后活的酵母细胞无色；而死细胞或代谢缓慢的老细胞，则因它们的无还原能力或还原能力极弱，使美蓝处于氧化态，从而被染成蓝色或淡蓝色。

　　除此之外，还有一些细胞器的专有染料。如液泡系的专有染料中性红。中性红是一种低毒性染料，可以使活细胞液泡着红色，而细胞质和细胞核不被着色；死细胞的液泡不被着色或浅染，染料弥散于整个细胞中，细胞核和细胞质被染成红色。有时侯为了增加染色效果可以将两种染料结合使用，如甲基蓝-中性红混合染色法。

　　实验用品

　　⒈材料小白鼠

　　⒉试剂

　　台盼蓝、伊红、PBS缓冲液、细胞培养液（含生长因子）

　　⒊器材

　　剪子、棉球、75%酒精、移液枪、无菌操作台、正置光学显微镜、倒置光学显微镜、解剖盘、滴管、离心管、离心机、注射器、Eppendorf管、培养皿、酒精灯、塑料培养皿、载玻片、盖玻片、血细胞计数板

　　实验步骤

　　⒈取材

　　取小鼠一只，采用断头法处死。清水洗小鼠浸入75%酒精中消毒3min，取出转入超净工作台内的解剖盘中，无菌操作打开腹腔，取出其脾脏，除去其周围的脂肪组织，并用PBS液自上而下淋洗1-2次，转入无菌培养皿中待用。

　　⒉分离脾细胞

　　用滴管向培养皿中注入30滴PBS缓冲液，再用“L”型针头注射器在皿中吸取0.2毫升PBS液注入脾脏，注射时沿长轴注射。然后再用针头在脾脏上扎眼，并用“L”型针头轻轻刮出脾细胞。在均匀吹匀脾脏细胞。

　　吸取上述分离的单个脾细胞悬液，放入Eppendorf管中，使量至1mL，以1000r/min离心5min。⒊培养脾细胞

　　取塑料培养皿一套，用移液枪吸取培养液2mL加入塑料皿中，并将皿标记待用。取离心后的Eppendorf管，弃去上清液，用移液枪（200ul）吸取塑料皿中的培养液400ul加入弃去上清的Eppendorf管中，用枪头吹匀管底的脾细胞，吸取200ul脾细胞悬液接种于上述塑料皿中，混匀后放入37°C，5%CO2的培养箱中培养。

　　⒋配制染液

　　用生理盐水配成5%台盼蓝染液，备用。⒌染色

　　取0.5mL细胞悬浊液放入试管中，加入1-2滴染液。混合。2-5min后将细胞放在血细胞计数板上观察死活情况，注意不要有

　　气泡产生，放大倍数为10x10。染色后活细胞不着色，死细胞显示蓝色。注意染色时间不能超过15min，否则染液将细胞毒杀。

　　⒍计数

　　在10x10倍的显微镜下观察，计算血细胞计数板的4个4小方格的细胞数量。包括细胞总数与死细胞数量。压线者计上不计下，计左不计右。

　　⒎计算细胞活力

　　根据公式：细胞活力=(总细胞数-死细胞数)/总细胞数×100%

　　实验结果

　　台盼蓝染色后的细胞（10x10）伊红染色后的细胞（10x10）

　　总细胞数和活细胞数统计表（10×10）

　　项目自己培养细胞老师培养细胞总细胞数个/ml活细胞数个/ml细胞活力1.4×1067.5×1053.0×1055.5×10521.4%73.3%分析与讨论

　　⒈结果分析

　　本次实验中我们小组自己培养细胞所测细胞活力为21.4%，并不算高，分析得应有以下原因可能影响实验结果（包括误差）：

　　⑴若在无菌操作的过程中操作不规范，导致染菌，会极大的影响观察，导致实验失败。

　　⑵若在离心分离呈单细胞的过程中离心机转速过快或时间过长很可能会导致细胞破裂，导致小鼠脾细胞大量死亡。

　　⑶染色时间过长，或观察时间过长都会导致染色试剂将细胞杀死，使细胞活力骤降，这是导致细胞活力比较低的重要原因。

　　⑷实验中的一些操作不正确或不规范的情况、计算带来的误差等也会直接导致实验误差。

　　⒉注意事项

　　⑴严格进行动物消毒，需用75%酒精消毒。

　　⑵严格进行无菌操作，防止细菌、霉菌、支原体污染，避免化学物质污染。

　　⑶吸取液体前，瓶口和吸管硬行火焰消毒；吸取液体时，避免碰撞。

　　⑷离心管入台前，管口、管壁应消毒。

　　⑸实验者离开超净台时，要随时用肘部关闭工作窗。

　　⑹器材使用时既要注意用火焰消毒，又要防止烫伤、烫死细胞。